Variationen im Ligninmonomergehalt und stabilen Wasserstoffisotopenverhältnissen in Methoxygruppen während des biologischen Abbaus von Gartenbiomasse

Wissenschaftliche Berichte Band 12, Artikelnummer: 8734 (2022) Diesen Artikel zitieren

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Lignin, ein hochpolymerisierter organischer Bestandteil pflanzlicher Zellen, ist einer der am schwierigsten abbaubaren Aromastoffe. Der selektive biologische Abbau unter milden Bedingungen ist eine vielversprechende Methode, die dynamischen Schwankungen der Ligninmonomere während des biologischen Abbaus von Lignozellulose sind jedoch nicht vollständig verstanden. In dieser Studie haben wir die Unterschiede im Ligninabbau unter verschiedenen mikrobiellen Inokulationen basierend auf dem Ligninmonomergehalt, dem Monomerverhältnis und dem stabilen Wasserstoffisotopenverhältnis der Ligninmethoxygruppen (δ2HLM) bewertet. Der Gewichtsverlust während des Abbaus und der Nettoverlust an lignozellulosehaltigen Bestandteilen verbesserten sich durch die Pilzimpfung dramatisch. Syringylmonolignol (S-Lignin), das zwei Methoxygruppen enthält, war schwieriger abzubauen als Guaiacyl (G-Lignin), das nur eine Methoxygruppe enthält. Die Co-Kultur von Pseudomonas mandelii und Aspergillus fumigatus führte zu der größten Abnahme des G/S-Verhältnisses, aber die δ2HLM-Werte unterschieden sich nicht signifikant zwischen den drei Experimenten zum biologischen Abbau, obwohl die Anreicherung im Rahmen der Pilzimpfung erfolgte. Die Schwankung der δ2HLM-Werte während der Anfangsphase des biologischen Abbaus kann mit dem Verlust von Pektinpolysacchariden (einem weiteren Methoxydonor) zusammenhängen, die hauptsächlich aus abgefallenen Blättern stammen. Insgesamt blieben die relativen δ2HLM-Signale trotz abnehmender G/S-Verhältnisse in den drei Abbausystemen erhalten. Dennoch müssen einige Details des Lignins δ2HLM als Biomarker für biogeochemische Kreisläufe weiter untersucht werden.

Mit der raschen weltweiten Ausbreitung der Urbanisierung wird Gartenbiomasse zu einem Hauptbestandteil organischer Feststoffabfälle1. Allerdings würde seine uneingeschränkte Entsorgung eine potenziell wichtige Ressource (organisches Material) verschwenden und möglicherweise sogar zu einer Quelle der Umweltverschmutzung werden2. Der biologische Abbau, einschließlich der Kompostierung, hat als Möglichkeit zur Entsorgung dieser Biomasse bei gleichzeitiger effizienter Rückgewinnung von Chemikalien und Nährstoffen, die kommerzielle Anwendungen oder einen ökologischen Wert haben, besondere Aufmerksamkeit erregt3,4. Forscher haben gezeigt, dass der biologische Abbau dieser Biomasse unter kontrollierten oder natürlichen Bedingungen Lignozellulosematerial erfolgreich zersetzen und die Produktion potenziell nützlicher alternativer organischer Produkte durch mehrere mikrobielle Enzyme ermöglichen kann, die über verschiedene Stoffwechselwege wirken5,6. Dennoch stellt die Depolymerisation von Lignin aufgrund der relativen Hydrophobie makromolekularer Polymere und der antibakteriellen Eigenschaften aromatischer Strukturen eine besondere Herausforderung bei der Biokonversion dar7,8.

Lignin, das zweithäufigste Biomakromolekül, besteht überwiegend aus drei 4-Hydroxyphenylpropanoid-Einheiten: Guaiacylmonolignolen (G-Lignin), Syringylmonolignolen (S-Lignin) und geringen Mengen an p-Hydroxyphenylmonolignolen (H-Lignin). Die entsprechenden Anteile variieren je nach Pflanzen- und Gewebetyp. In Pflanzen sind diese aromatischen Monomere durch Arylether-, Biphenylether-, Resinol-, Phenyl-Cumaran- und Diphenylbindungen stark miteinander verbunden, wodurch die Festigkeit und Steifigkeit dieser Moleküle erhöht wird, was ihren Abbau durch mikrobielle Enzyme und chemische Hydrolyse erschwert9. Da die Bestandteile von Lignin darüber hinaus über mehrere Spaltstellen für die enzymatische Hydrolyse und ein hohes Oxidationspotenzial für unspezifische freie Radikale verfügen, ist der biologische Abbau immer noch ein effizienter, kostengünstiger und umweltfreundlicher Ansatz für die Lignin-Depolymerisation10,11. Der komplexe biochemische Prozess der enzymatischen Hydrolyse von Lignin beginnt mit dem Abbau zu heterogenen aromatischen Kohlenwasserstoffen, die dann vom zentralen Kohlenstoffstoffwechsel verbraucht werden12. Im Allgemeinen werden diese ligninolytischen Enzyme (extrazelluläre Oxidasen), zu denen Laccase, Manganperoxidase und Ligninperoxidase gehören, hauptsächlich von Pilzen und einigen Bakterien abgesondert13,14. Der Großteil der Forschung konzentrierte sich auf das Screening zur Identifizierung Lignin abbauender Mikroorganismen und zur Charakterisierung der Expression von Multienzymaktivitäten; Studien zur Effizienz des Ligninabbaus durch verschiedene Mikroorganismen wurden jedoch vernachlässigt15.

Frühere Studien zu den chemischen Umwandlungen, die während der Lignin-Depolymerisation stattfinden, haben gezeigt, dass Monolignol-S-Lignin mit zwei Methoxy (OCH3)-Gruppen an den Metapositionen (Positionen 3 und 5) der Phenylpropanoidstruktur schwieriger zu depolymerisieren ist als G-Lignin. Lignin (mit einer einzelnen OCH3-Gruppe) und H-Lignin (ohne OCH3-Gruppen)16,17,18. Dies ist hauptsächlich auf die irreversible Methylierung von Coniferyl- und Sinapylalkoholen (3/5-O-Methylierung) über Kaffeesäure-O-Methyltransferasen, Caffeoyl-CoA-O-Methyltransferasen oder beide zurückzuführen, die sich von der Isomerisierung aromatischer Kohlenwasserstoffe unterscheidet Bindung der Propan-Seitenketten während der Monolignol-Biosynthese9. Daher sind diese stabilen OCH3-Gruppen nicht nur chemische Marker für strukturelle Unterschiede in Ligninmonomeren, sondern auch bemerkenswerte Vorläufer zahlreicher organischer Verbindungen19. Bisher wurden Lignin-Methoxygruppen aufgrund der Stabilität der CH-Bindungen und der stabilen Wasserstoff- und Kohlenstoffisotope des Lignins (δ2HLM und δ13CLM) häufig in der Forschung zur isotopischen Biogeochemie, Ökoklimatologie und zur Authentifizierung der Herkunft organischer Stoffe verwendet. tauschte sich nicht mit Wasserstoff- und Kohlenstoffatomen aus Quellwasser oder organischen Metaboliten aus20,21,22,23,24.

Es wurde gezeigt, dass die δ2HLM-Werte von Pflanzenmaterialien die primären Signaturen der Ligninbiosynthese und die δ2H-Zusammensetzung (δ2HPre) des lokalen Niederschlags aufzeichnen21. Dies ist auf die robuste Isotopenfraktionierung (εapp = − 216 ± 19 mUr) zwischen pflanzlichem δ2HLM und Niederschlag δ2HPre zurückzuführen, die durch die Lufttemperatur in den Regionen mittlerer Breite gesteuert wird 25, 26. In den meisten Studien zu δ2HLM-Werten wurden diese zur Rekonstruktion des Paläoklimas27,28,29,30, zur Differenzierung biogeochemischer Prozesse20,22 und zur Verfolgung des geografischen Ursprungs organischer Materie31,32 eingesetzt. Über die analytische Anwendung von δ2HLM zur Untersuchung des Abbaus von Pflanzenmaterialien wurde jedoch selten berichtet. Eine kürzlich durchgeführte Studie kombinierte die Analyse des Methoxygruppengehalts der organischen Substanz mit ihren δ2HLM- und δ13CLM-Werten, um die Auswirkung des Abbaus von Pflanzenstreu auf die Isotopen-Authentizität zu untersuchen33. Obwohl der Gesamtverlust der Streumasse und die Änderung der Zusammensetzung der Methoxygruppen im Streu keinen wesentlichen Einfluss auf die δ2HLM-Signaturen während des natürlichen biologischen Abbaus hatten, fehlen uns noch detaillierte Kenntnisse über die Variabilität von δ2HLM insbesondere während des biotischen und abiotischen Abbaus im Hinblick auf die unterschiedlichen Rollen und Merkmale des bakteriellen und pilzlichen Abbaus. Darüber hinaus konzentrierten sich frühere Untersuchungen mehr auf die Adsorptionskapazitäten und Umwandlungseffizienzen der Enzyme für Lignin34, und wir fanden keine Studie, die die dynamischen Variationen der Ligninmonomere und ihre δ2HLM-Eigenschaften während des Ligninabbaus durch verschiedene Mikroorganismen beschreibt. Die Bereitstellung der fehlenden Informationen wäre von erheblichem Wert, um unsere Fähigkeit zur strukturellen Charakterisierung von Lignin zu erweitern und diese Substanz als Biomarker für Umwelttracer in biogeochemischen Kreisläufen und beim Abbau organischer Stoffe einzusetzen.

Um diese Einschränkungen unseres Wissens zu beseitigen, haben wir die vorliegende Untersuchung so konzipiert, dass sie die Variationen von Lignin während des biologischen Abbaus von Gartenbiomasse vergleicht. Wir wählten Pilz- und Bakterienstämme aus, von denen zuvor gezeigt wurde, dass sie beim biologischen Abbau von Lignin aktiv sind, und testeten ihre Wirksamkeit beim biologischen Abbau sowohl einzeln als auch in Kombination unter kontrollierten thermophilen Bedingungen in vitro. Die Analysen der Abbaurückstände mittels Gaschromatograph-Massenspektrometrie (GC-MS) und Gaschromatograph-Isotopenverhältnis-Massenspektrometrie (GC-IRMS) wurden in Abständen von 2 Tagen während einer 15-tägigen Kultivierung durchgeführt. Wir stellten die Hypothese auf, dass sich der Ligninmonomergehalt und die δ2HLM-Werte unabhängig voneinander ändern würden und die unterschiedlichen relativen Rollen von Bakterien gegenüber Pilzen beim biologischen Abbau aufzeigen würden. Unsere spezifischen Ziele bestanden darin, (1) die Variabilität des Ligninabbaus durch Pseudomonas mandelii, Aspergillus fumigatus und ihre Co-Kultur zu untersuchen und (2) die dynamischen Eigenschaften des Ligninabbaus basierend auf dem Verhältnis der beiden Hauptmonomere und ihrem δ2HLM zu bewerten Werte in den Abbaurückständen. Wir fanden heraus, dass die Spezialisierung auf die Lignin-Methoxystruktur und die selektive Hydrolyse während der mikrobiellen Wirkung zu einem unausgeglichenen Verhältnis der beiden Monomere führte, die δ2HLM-Werte jedoch bei robuster Fraktionierung im Wesentlichen konstant blieben.

Wir verwendeten Gartenbiomasse aus mehreren Quellen, bestehend aus Laubstreu, Totholz und Gartenschnittrückständen, die im Botanischen Garten Xi'an (Shaanxi, China) gesammelt wurden. Jede Komponente wurde mit einer Gartenschere in etwa 1 cm lange Fragmente geschnitten und gründlich gemischt, um gepoolte Proben mit gleichen Gewichtsanteilen jedes Materials zu erhalten. Die homogenen Mischungen wurden dann in Erlenmeyerglaskolben gegeben. Die chemische Hauptzusammensetzung der Schüttgüter besteht aus Zellulose (32 %), Hemizellulose (17 %) und Gesamtlignin (27 %), das Ligninmonomere in den folgenden Anteilen enthält: G-Lignin (10,0 %), S-Lignin ( 13,6 % und Gesamtmethoxygruppen (5,7 %).

Die in dieser Studie verwendeten mikrobiellen Impfstoffe waren das Bakterium Pseudomonas mandelii (Stamm QL-1, im Folgenden „PM“), der Pilz Aspergillus fumigatus (Stamm QL-4, im Folgenden „AF“) und die Kombination der beiden Stämme (Kombination aus QL-1 und QL-4, im Folgenden „PM + AF“). Diese ligninabbauenden Stämme wurden im September 2019 aus Bodenhumus im Unterholz eines natürlichen Waldes im Qinling-Gebirge in Zentralchina isoliert und mittels ribosomaler 16S-DNA und intern transkribierter Spacer-Sequenzierung bei Beijing Liuhe BGI Technology Co., Ltd. identifiziert . (Peking, China) (Ergänzende Abbildung S1). Wir verwendeten einen internen Standard in Chromatographiequalität (Tetracosan, 99,5 %) und das Reaktionsreagenz (Jodwasserstoffsäure, 55–58 %), gekauft von Macklin (Shanghai, China). Alle anderen Chemikalien waren von analytischer Qualität und wurden von Kemiou Chemical Reagent Co., Ltd. (Tianjin, China) gekauft.

Vor dem Experiment zum biologischen Abbau wurden alle Biomassematerialien mit einem Vortex-Oszillator gründlich homogenisiert (5 Minuten), bei hoher Temperatur (121 °C) und Druck (103 kPa) 20 Minuten lang sterilisiert und dann in einem Ofen bei 85 °C getrocknet 8 Std. Um die Variation der Ligninmonomere und δ2HLM-Werte der Abbaurückstände zu erfassen, führten wir biologische Abbauexperimente sowohl separat für jede Mikrobe (PM und AF) als auch unter Verwendung ihrer Kombination als Co-Kultur (PM + AF) durch. Für die einzelnen Mikrobenstämme verwendeten wir flüssige Suspensionen mit ähnlichen Zellkonzentrationen (107 bis 108 KBE/ml), die in Luria-Bertani-Medium für PM und Kartoffel-Dextrose-Agar-Medium für AF kultiviert wurden, beide bei 30 °C unter Schütteln mit 150 U/min . Die Co-Kultur-Suspension wurde durch Mischen des gleichen Gesamtvolumens (30 ml) hergestellt, das in den Einzelstamm-Suspensionen verwendet wurde.

Der Versuchsaufbau und die Durchführung folgten mit geringfügigen Modifikationen der Methode von Yoon und Ji35. Zusammenfassend haben wir 30 ml 5 mmol/L Phosphorsäurepuffer (pH 7,0) in einen 250 ml Erlenmeyerkolben gegeben, der 5 g der homogenisierten Gartenbiomasse enthielt. Anschließend inokulierten wir 0,5 ml der kultivierten Suspension (ein Verhältnis von Volumen zu Substratmasse von 10 %) in den Kolben und versiegelten dann die Öffnung mit einer atmungsaktiven Folie (Mlbio, Shanghai, China). Wir verwendeten das gleiche Volumen (0,5 ml) steriles Wasser als Kontrollbehandlung, das 30 ml Pufferlösung enthielt. Die Experimente zum biologischen Abbau wurden dann 15 Tage lang im Dunkeln in einem Schüttelinkubator bei 45 °C und 150 U/min durchgeführt. Wir haben 84 Chargen (drei Wiederholungen in einem bestimmten Messzeitraum für die drei Impfungen und die Kontrolle) zur Verwendung in sieben Probenahmezeiträumen erstellt.

Wir beobachteten den Abbaustatus täglich und fügten bei Bedarf steriles Wasser hinzu, um ein konstantes Lösungsvolumen aufrechtzuerhalten. Wir haben an den Tagen 3, 5, 7, 9, 11, 13 und 15 drei Wiederholungschargen von Abbaurückständen pro Experiment als Analyseproben gesammelt. Die ersten Proben am ersten Tag wurden vor Beginn des Abbauexperiments entnommen. Die Proben wurden dreimal mit 15 ml sterilem Wasser gewaschen, filtriert und die Feststoffe anschließend bis zur Gewichtskonstanz getrocknet (85 °C). Der Abbaugewichtsverlust (DWL, %) der Gartenbiomasse wurde wie folgt berechnet:

Dabei ist Mb die anfängliche Materialmenge (5 g) vor dem biologischen Abbau und Ma der Wert nach dem biologischen Abbau für die Versuchs- oder Kontrollbehandlung am Tag n des biologischen Abbaus. Der Nettoabbauverlust (NDL, %) der Gartenbiomasse war die Differenz im DWL zwischen dem Inokulationsexperiment und der nicht inokulierten Kontrolle. Die analytischen Proben wurden vor der Messung des Ligninmonomergehalts und des Ligninmethoxy-δ2HLM gemahlen (auf einen Durchmesser < 0,1 mm).

Qualitative und quantitative Analysen von Ligninmonomeren wurden mithilfe der Thioacidolysereaktion durchgeführt, die die Etherbindungen von Ligninmonolignolen effektiv spalten und Thioesterderivate ergeben kann36. Die Zusammensetzung der Ligninmonomere in den Abbaurückständen wurde mit einem 7890B-Gaschromatographen (GC) gemessen, der mit einem G4513A-Autoinjektor ausgestattet war und an ein 7000D-Massenspektrometer (GC-MS; Agilent, USA) gekoppelt war. Der GC war mit einer HP-5MS-Säule (30 m × 0,32 mm × 0,25 µm; Agilent) ausgestattet und es wurden die folgenden Bedingungen angewendet: Einlasstemperatur 250 °C, Injektionsvolumen 1 μl, geteilte Injektion (10:1), anfänglicher Ofen Temperatur 2 Min. bei 150 °C, dann mit 20 °C/Min. auf 250 °C steigern und 5 Min. halten. Als Trägergas wurde Helium mit einem konstanten Fluss von 1,0 ml/min verwendet. Die folgenden MS-Bedingungen wurden verwendet: Elektronenionisationsmodus (EI), Ionenquellentemperatur 230 °C, Grenzflächentemperatur 250 °C, Elektronenenergie 70 eV, Lösungsmittelverzögerung 3,5 Minuten, Scanbereich von 40 bis 650 amu. Das GC-MS wurde im selektiven Ionenüberwachungsmodus für die folgenden Molekülionen und Retentionszeiten durchgeführt: m/z 269 für das G-Lignin-Derivat bei 17,5 Minuten, m/z 299 für das S-Lignin-Derivat bei 20,8 Minuten und m/z 299 für das S-Lignin-Derivat bei 20,8 Minuten. z 338 für internen Standard Tetracosan bei 12,7 Min.

Die endgültige Bestimmung des Ligninmonomergehalts folgte der Methode von Lapierre37, wobei der Reaktionsfaktor (k) dem Verhältnis der relativen Konzentration zur relativen Fläche zwischen dem internen Standard und der Zielprobe entsprach:

wobei k gleich 1,5 war, Cs und Ci die Konzentrationen der Ligninmonomerderivate bzw. des Tetracosans darstellen und As und Ai die entsprechenden Peakflächen darstellen. Darüber hinaus gingen wir davon aus, dass die Thioacidolyse-Reaktion in dieser Studie ausreichend und vollständig war, und definierten die Umwandlung des Substrats und die Rückgewinnung des internen Standards als 100 %38,39. Anschließend haben wir die Ligninmonomergehalte der Proben anhand des Verhältnisses des Molekulargewichts zwischen den Monolignolen und ihren Derivaten (0,67 für G-Lignin und 0,70 für S-Lignin) in die Mengen an G- und S-Lignin umgerechnet36. Der Nettoabbauverlust (NDL, %) von G-Lignin und S-Lignin war der Unterschied im Ligninmonomergehalt zwischen den Inokulationsexperimenten und der nicht beimpften Kontrolle, und die Nettoabbauverlustrate (NDR, %·Tag−1) wurde definiert als der Nettoabbauverlust von Ligninmonomeren in jeder Abbaustufe. Weitere Einzelheiten zur Thioacidolysereaktion, den GC-MS-Bedingungen und dem chromatographischen Diagramm finden Sie in den Ergänzenden Informationen (Ergänzende Abbildungen S2, S3a; Ergänzender Text S1.1).

Die δ2HLM-Werte analytischer Pulverproben wurden als Headspace-Iodmethan (CH3I) gemessen, das durch die selektive Substitutionsreaktion zwischen den Methoxygruppen der Abbaurückstände und Jodwasserstoffsäure (HI) freigesetzt wird. Wir folgten den etablierten Methoden von Keppler et al.21 und Greule et al.40 mit geringfügigen Modifikationen29. Konkret wurden 0,5 ml HI zu den Abbaurückständen (10 ± 0,5 mg) in einem braunen Rollglasfläschchen (1,5 ml; Agilent) mit einem winzigen Magneten hinzugefügt. Das Fläschchen wurde mit Aluminiumkappen verschlossen, die mit PTFE ausgekleidete Butylkautschuksepten (11 mm Bördelung und 0,9 mm Dicke) enthielten, und 30 Minuten lang in einem Ölbad bei 120 °C gerührt. Diese Umwandlungstemperatur war ein gewichteter Wert, der auf der Validierung durch Keppler et al.21 bei 110 °C und Greule et al.40 bei 130 °C basierte. Nach der Inkubation ließ man die Teilproben mindestens 40 Minuten lang bei 22 ± 0,5 °C (in einem klimatisierten Raum) äquilibrieren. Schließlich wurde ein Aliquot (80–100 μL) des CH3I mithilfe einer manuellen gasdichten Spritze (100 μL; Hamilton, USA) direkt in das Analysesystem injiziert.

Die δ2HLM-Werte von CH3I wurden mit einem TRACE 1310 GC, gekoppelt mit einem Isotopenverhältnis-Massenspektrometer (IRMS) ISOLINK II Delta V Advantage, über einen thermischen Umwandlungsreaktor (Keramikrohr [Al2O3], Länge 320 mm, 0,5 mm Innendurchmesser, Reaktortemperatur 1400) gemessen °C) (Thermo Fisher, Deutschland). Die Messungen wurden im Labor für Biogeochemie der Shaanxi Normal University durchgeführt. Der GC war mit einer TG-5MS-Säule (30 m × 0,25 mm × 0,25 µm; Thermo Fisher) ausgestattet und basierte auf den folgenden Parametern: Einlasstemperatur 200 °C, geteilte Injektion (12:1), anfängliche Ofentemperatur bei 40 °C 3,8 Minuten bei °C, dann mit 20 °C/Minute auf 80 °C hochfahren und 1 Minute lang halten, dann mit 40 °C/Minute auf eine Endtemperatur von 100 °C hochfahren und 3 Minuten lang halten. Als Trägergas wurde Helium mit einem konstanten Fluss von 0,8 ml/min verwendet. Als Überwachungsgas wurde hochreines Wasserstoffgas (99,999 %; Beijing AP Baif Gases Industry Co., China) verwendet. Der H3+-Faktor lag im Messzeitraum zwischen 4,7 und 5,0 ppm/nA.

Um die Genauigkeit zu verbessern, sollte die Messung dem Prinzip der identischen Behandlung der Analyseproben und Referenzmaterialien folgen und die δ2HLM-Werte sollten durch eine Zweipunktkalibrierung normalisiert werden37. Aufgrund des Mangels an verfügbaren kommerziellen Proben mit echten δ2HLM-Werten als Referenzmaterialien konnten wir jedoch nur zwei homogenisierte Holzproben aus verschiedenen geografischen Standorten und Baumarten verwenden, um die Stabilität und Parallelität der GC-IRMS-Ergebnisse zu untersuchen. Diese beiden Holzproben wurden kürzlich vom Labor von Frank Keppler an der Universität Heidelberg anhand der Laborstandards gemessen41. Daher wurden die in dieser Studie gemeldeten δ2HLM-Daten relativ zum überwachten Wasserstoffgas ausgedrückt und anhand unserer internen Standards kalibriert. Darüber hinaus wurden Milli-Urey (mUr) als Einheit der Isotopen-δ-Werte anstelle der V-SMOW-Skala (Vienna Standard Mean Ocean Water) in Promille (‰)42 verwendet. Die Standardabweichungen (n = 3 oder 7, 1σ) lagen zwischen 0,6 und 2,4 mUr. Weitere Einzelheiten zur Substitutionsreaktion, den Messbedingungen, der Korrekturmethode und den chromatographischen Diagrammen finden Sie in den Zusatzinformationen (Ergänzungsabbildungen S2, S3b und Ergänzungstext S1.2).

Die gemeldeten Daten sind der Mittelwert ± Standardabweichung der drei wiederholten Experimente. Die statistische Signifikanz der Messungen wurde durch eine einfaktorielle Varianzanalyse (ANOVA, mit Signifikanz bei P < 0,05) bewertet. Wenn die ANOVA-Ergebnisse signifikant waren, verwendeten wir den HSD-Test von Tukey, um Wertepaare zu identifizieren, die sich zwischen den Degradationen signifikant unterschieden Experimente.

Abbildung 1 und die Ergänzungstabelle S1 zeigen den Abbaugewichtsverlust (DWL, %) und den Nettoabbauverlust (NDL, %) der Gartenbiomasse in 2-Tages-Intervallen während des Untersuchungszeitraums. In einem bestimmten Abbaustadium waren beide Mikroben in der Lage, die Lignozellulose-Biomasse abzubauen, die gemeinsame Kultur der Mikroorganismen erreichte jedoch häufig einen deutlich (P < 0,05) stärkeren Abbau. In den 15-tägigen Abbauexperimenten stieg der DWL-Wert des Bakteriums (PM-Experiment) von 4,3 % (Tag 3) auf 18,9 % (Tag 15) und der entsprechende NDL-Wert stieg mit einer linearen Anpassung von 3,1 auf 11,9 % eine Steigung von 1,16 (P < 0,001). Der endgültige DWL-Wert für den Pilz (AF-Experiment) stieg auf 23,9 %, und der NDL-Wert stieg während des Untersuchungszeitraums von 3,9 auf 17,0 % mit einer Steigung von 1,68 (P < 0,001). Dabei zeigte sich, dass der Pilz die Lignozellulosebestandteile durch enzymatische Hydrolyse schnell abbauen oder zu verschiedenen Bioprodukten fermentieren kann. Wie erwartet war die Effizienz des biologischen Abbaus in der Co-Kultur (PM + AF-Experiment) im Allgemeinen höher als die der einzelnen Stämme, mit einem endgültigen DWL-Wert von bis zu 26,7 % und einer angepassten Steigung von 1,75 (P < 0,001) für NDL . Normalerweise ist eine symbiotische Mischung mehrerer Arten der beste Ansatz, um die Produktion verschiedener Enzyme und synergistische Effekte zu fördern43. Dies könnte der Grund dafür sein, dass die gemeinsame Kultivierung verschiedener Arten mehr Reaktionen auf chemische Signale auslösen kann, als dies mit einem einzelnen Pilz oder Bakterium möglich wäre44.

Die Änderungen des Abbaugewichtsverlusts (DWL) und des Nettoabbauverlusts (NDL, die Differenz im DWL-Wert zwischen dem Inokulationsexperiment und der nicht inokulierten Kontrolle) für Gartenbiomasse während der 15-tägigen Experimente, mit Messungen in 2-Tages-Intervallen. Die Gleichungen und gestrichelten Linien stellen die lineare Anpassung des NDL über die 15-tägigen Experimente dar. Experimente: Kon., nicht inokulierte Kontrolle; PM, Pseudomonas mandelii; AF, Aspergillus fumigatus; PM + AF, Co-Kultur der beiden Mikroben. Balken an einem bestimmten Datum, die mit unterschiedlichen Buchstaben gekennzeichnet sind, unterscheiden sich signifikant (P < 0,05) zwischen den vier Behandlungen.

Die Umwandlungseffizienz der abgebauten Substanzen zeigte ab Tag 7 einen starken Anstieg, insbesondere in den Pilzimpfungsexperimenten (AF und PM + AF). Kleine Moleküle wie Aminosäuren werden zuerst von Mikroorganismen verstoffwechselt, gefolgt von Vorläufern (z. B. Cellobiose, Xylose und Oligomeren) feuerfester makromolekularer Substanzen3,45. Mit Ausnahme einiger Materialien mit guter Thermolöslichkeit stammen diese abgebauten Substanzen hauptsächlich aus Polysaccharideinheiten und können bevorzugt von Mikroorganismen als Kohlenstoff- und Energiequellen verstoffwechselt werden. Somit war eine effiziente Hydrolyse von Cellulose und Hemicellulose in den frühen Stadien der drei Impfversuche offensichtlich. Frühere Studien haben berichtet, dass die Lignozellulose abbauenden Fadenpilze, darunter Aspergillus-, Trichoderma-, Penicillium- und Chaetomium-Arten, eine Reihe von Lignozelluloseenzymen mit hoher extrazellulärer Enzymaktivität effizient absondern können2,46. Obwohl sowohl A. fumigatus als auch P. mandelii in dieser Studie zur Gruppe der Laubstreu zersetzenden Mikroorganismen gehören, wurde die höchste Abbaueffizienz in der Co-Kultivierung erzielt. Laut Miao et al.47 blieben die Aktivitäten der wichtigsten von A. fumigatus sezernierten Cellulasen und Xylanase während der ersten drei Tage relativ niedrig und ihre Spitzenwerte beim Myzelwachstum wurden im Allgemeinen um den sechsten Tag herum erreicht. Im Gegensatz dazu könnten die Enzyme von P. mandelii, einem kälteadaptierten Bakterium, aufgrund der mäßigen bis hohen Temperatur (bei 15-tägiger Kultivierung bei 45 °C) eine geringe katalytische Aktivität gezeigt haben48. Unter diesen temperaturabhängigen Enzymen hatten extrazelluläre Glucosidasen und Cellobiohydrolasen eine Substratpräferenz für die Hydrolyse von Polysacchariden. Daher verfügt das kombinierte Pilz-Bakterien-Konsortium aufgrund der Synergien zwischen den Arten und Enzymen über einen einzigartigen Vorteil beim biologischen Abbau49.

Die Veränderungen im Gehalt an Ligninmonomeren (G- und S-Lignin) zeigten ähnliche Muster in den PM-, AF- und PM + AF-Experimenten (Abb. 2, 3). Innerhalb der ersten 5 Tage sanken die G-Lignin- und S-Lignin-Gehalte leicht von 10,0 % bzw. 13,6 % auf 9,6 % bzw. 13,0 % für PM, auf 9,5 % bzw. 13,1 % für AF und auf 8,9 % bzw. 8,9 % 12,8 % für PM + AF (Ergänzungstabelle S2). An den folgenden Tagen war die Abnahme von G-Lignin im Vergleich zu S-Lignin besonders deutlich (Abb. 2a,b). Am Ende des Abbauzeitraums (Tag 15) war der G-Lignin-Gehalt in den Pilzexperimenten AF und PM + AF um 5,1 bzw. 6,7 Prozentpunkte gesunken, während S-Lignin nur um 3,4 bzw. 3,8 Prozentpunkte abnahm. bzw. (Tabelle 1). Insgesamt sank die Summe der G- und S-Lignin-Gehalte bei den drei Impfungen um 4,5, 8,5 bzw. 10,5 Prozentpunkte (Abb. 2c, Tabelle 1). Darüber hinaus waren die NDL-Werte von G-Lignin nach Tag 7 viel höher als die von S-Lignin (Ergänzungstabelle S3). Obwohl die entsprechenden linearen Anpassungen für beide Ligninmonomere über den gesamten Abbauzeitraum signifikant waren, unterschieden sich die Steilheit und Signifikanz der Gleichungen für die drei Experimente, wobei die Steigung für PM + AF am größten war, gefolgt von AF und PM (Abb. 3a). Dieses Ergebnis steht im Einklang mit dem gesamten Abbaugewichtsverlust der Lignozellulose-Biomasse und zeigt, dass im Co-Kultursystem ein schneller Abbau stattfand. Darüber hinaus zeigte die Nettoabbauverlustrate (NDR) des G-Lignin-Gehalts während der Abbauexperimente unterschiedliche, aber signifikante Anstiege, während für S-Lignin die NDR zwischen PM- und PM + AF-Behandlungen signifikant anstieg (Abb. 3b, ergänzende Abb. S4). ). Diese Ergebnisse legen nahe, dass der Pilz über eine starke Abbaufähigkeit und eine gewisse Selektivität für G-Lignin verfügte, insbesondere im Co-Kulturmodus sowohl mit dem Bakterium als auch mit dem Pilz.

Zeitliche Schwankungen des Gehalts an (a) Guaiacylmonolignol (G-Lignin), (b) Syringylmonolignol (S-Lignin) und (c) der Summe der beiden Monolignole (G&S-Lignin) in den Abbaurückständen während des 15 -Tagesexperimente mit Messungen im 2-Tages-Intervall. Experimente: Kon., nicht inokulierte Kontrolle; PM, Pseudomonas mandelii; AF, Aspergillus fumigatus; PM + AF, Co-Kultur der beiden Mikroben. Balken an einem bestimmten Datum, die mit unterschiedlichen Buchstaben gekennzeichnet sind, unterscheiden sich signifikant (P < 0,05) zwischen den vier Behandlungen.

Nettoverlust an Guaiacylmonolignol- (G-Lignin) und Syringylmonolignol- (S-Lignin) Monomeren in den drei Beimpfungsexperimenten: (a) Nettoabbauverlust (NDL, der Unterschied im Ligninmonomergehalt zwischen den Beimpfungsexperimenten und der nicht beimpften Kontrolle) und (b) Nettoabbauverlustrate (NDR, NDL am Ende der Inkubation geteilt durch die Dauer der Inkubation in Tagen). Die Gleichungen und gestrichelten Linien stellen die lineare Anpassung des NDL über die Zeit während der 15-tägigen Experimente dar. In den Boxplots stellen weiße Quadrate Mittelwerte dar, die horizontalen Linien stellen Medianwerte dar, die Kästchen stellen das 25. bis 75. Perzentil dar und Whiskers stellen das 95 %-Konfidenzintervall dar. Experimente: PM, Pseudomonas mandelii; AF, Aspergillus fumigatus; PM + AF, Co-Kultur der beiden Mikroben. Die mit unterschiedlichen Buchstaben gekennzeichneten Balken aller Daten unterscheiden sich zwischen den vier Behandlungen erheblich (P < 0,05).

Frühere Berichte über die mikrobielle Nutzung von Lignozellulosematerialien und die Depolymerisation von Lignin zeigten, dass Lignin durch extrazelluläre Oxidasen, die von mehreren Mikroorganismen, einschließlich Pilzen und Bakterien, abgesondert werden, in kleine aromatische Verbindungen zerlegt wurde14,15,50,51. Diese ligninolytischen Enzyme bestehen aus mindestens zwei Typen: Häm-haltige Peroxidasen (wie Ligninperoxidase, Manganperoxidase und einige vielseitige Peroxidasen) und Phenoloxidase (Laccase). Sie alle können instabile freie Radikale erzeugen, die die chemischen Bindungen angreifen und spalten. Im Allgemeinen können Lignin abbauende Pilze eine Vielzahl oxidativer Enzyme absondern, die eine höhere enzymatische Hydrolyseselektivität und katalytische Effizienz aufweisen und daher besser in der Lage sind, die intra- und intermonomeren Bindungen und aromatischen Ringe sowohl über spezifische als auch unspezifische oxidative Wege aufzubrechen52,53 . Im Gegensatz dazu zersetzen Bakterien Lignin langsamer als Pilze, da sie über weniger Oxidasen verfügen und Pilze weniger empfindlich auf die antibakteriellen und hydrophoben Eigenschaften der resultierenden Aromaten reagieren54,55. Wie in den Abb. gezeigt. Wie aus den Abbildungen 2 und 3 hervorgeht, zeigten die Inkubationsergebnisse, dass das Pilzinokulum eine größere Fähigkeit zur Zersetzung von Lignin und anderen lignozellulosehaltigen Substraten aufweist. Die höchsten Abbaueffizienzen sowohl für G-Lignin als auch für S-Lignin wurden im Co-Kultur-Experiment erzielt, was möglicherweise auf die kombinierte Wirkung verschiedener Enzyme und synergistische Effekte zwischen den extrazellulären Enzymen zurückzuführen ist46,49.

Bei den biochemischen Abbauwegen für Lignin werden Ligninpolymere zunächst durch mikrobielle Katalyse zu Monomeren depolymerisiert, gefolgt von einem aromatischen Katabolismus, und dann durch Spaltung aromatischer Ringe und Einbau in den Zitronensäurezyklus weiter abgebaut15. Der strukturelle Unterschied, der durch die Methoxyspezifität der verschiedenen Enzyme verursacht wird (Abb. 4a, b), ist der Hauptgrund dafür, dass G- und S-Lignin unterschiedliche aromatische Stoffwechselwege verfolgen, wobei Ferulasäure und Spritzensäure als anfängliche Abbauprodukte aus dem Lignin fungieren Abbau von G-Lignin bzw. S-Lignin (Abb. 4c). Im Allgemeinen kann Ferulasäure (aus G-Lignin) über nicht-oxidative Decarboxylierung, CoA-abhängige β-Oxidation/Nicht-β-Oxidation und Seitenkettenreduktionswege in das Zwischenprodukt Vanillinsäure umgewandelt werden56. Unter der Katalyse der Vanillit-O-Demethylase wird Vanillinsäure schließlich zu Protocatechinsäure demethyliert57. Im Gegensatz dazu wird Spritzensäure (S-Lignin) zunächst durch Tetrahydrofolat-abhängige O-Demethylase demethyliert, um das Zwischenprodukt 3-O-Methylgallat zu bilden, und dann über eine Reihe von Spaltungs-, Demethylierungs- und Carboxylierungswegen über mehrere Wege zu 4-Oxalomesaconat katalysiert Stoffwechselenzyme58. Schließlich werden diese aus Lignin gewonnenen aromatischen Substanzen mit niedrigem Molekulargewicht zu Quellen für Kohlenstoff und andere Materialien für das Wachstum und den Stoffwechsel mikrobieller Zellen54.

Die (a) chemischen Strukturen, (b) Polymerstrukturen und (c) biologische Abbauwege für Lignin-basierte aromatische Verbindungen15. Lippe, Ligninperoxidase; Mnp, Manganperoxidase; Vp, vielseitige Peroxidase.

Darüber hinaus haben wir in Kombination mit der Irreversibilität der Methylierung in der Ligninbiosynthese9 beobachtet, dass S-Lignin schwieriger abzubauen ist als G-Lignin, möglicherweise aufgrund der chemischen Stabilität der Methoxygruppen oder sogar aufgrund der biologischen Hemmung der Enzymaktivitäten59. Beispielsweise zeigte die GC-MS-Analyse, dass einige Monomerderivate, die Methoxygruppen enthalten, wie 3-Methylbutansäure, 5-Methyl-5-propylnonan, 3-Methyl-2-butanol, 2-Methoxyphenol und 4-Methyltridecan, dies können können während des Prozesses des Ligninabbaus leicht nachgewiesen werden8,60. Das Vorhandensein dieser Zwischenmetaboliten legt nahe, dass die Freisetzung von Methoxygruppen aus aromatischen Substraten der Hauptstoffwechselweg für die Lignin-Depolymerisation ist, obwohl Methoxygruppen als C1-Quelle für die Biosynthese von Methionin verwendet werden können61. Daher könnten unsere Ergebnisse darauf hinweisen, dass die enzymatische Selektivität des mikrobiellen Stoffwechsels und die strukturelle Spezifität von Methoxygruppen zusammen zu den beobachteten Unterschieden bei Ligninmonomeren während des biologischen Abbaus beitragen.

Wir haben die sich ändernden Eigenschaften des Ligninabbaus weiter charakterisiert, indem wir die Ligninmonomerverhältnisse (G/S) und die Methoxy-δ2HLM-Werte verwendet haben. Die G/S-Verhältnisse der Abbaurückstände in den drei Impfversuchen zeigten ausgehend vom anfänglichen Verhältniswert von 0,74 unterschiedliche Abnahmeraten (Abb. 5a, Tabellen 1 und Ergänzungstabelle S4). Der größte Rückgang des G/S-Verhältnisses trat im PM + AF-Experiment mit einem Endwert von 0,33 auf, gefolgt vom AF-Experiment (0,47) und dem PM-Experiment (0,58). Im Gegensatz dazu blieb das G/S-Verhältnis im nicht beimpften Kontrollexperiment während des gesamten Abbauzeitraums im Wesentlichen konstant (0,73 ± 0,01) (Abb. 5a). Darüber hinaus haben wir basierend auf dem theoretischen relativen Molekularmassenverhältnis von Methoxygruppen zu Ligninmonomeren (17,2 % für G-Lignin und 29,5 % für S-Lignin) berechnet, dass der Methoxygruppengehalt der Abbaurückstände von ursprünglich 5,7 % auf abnahm ein Endwert von 3,2 % (PM + AF), gegenüber 3,9 % (AF) und 4,8 % (PM) (Tabelle 1). Diese Ergebnisse bestätigen unsere Beobachtungen, dass G-Lignin anfälliger für den Abbau ist als S-Lignin und dass beide Formen des Abbaus in Experimenten mit Pilzimpfung schneller ablaufen.

Zeitliche Schwankungen (a) des Lignin-Monomer-Verhältnisses (G-Lignin/S-Lignin, G/S) und (b) der stabilen Wasserstoffisotopenwerte (δ2HLM) der Lignin-Methoxygruppen in den Abbaurückständen. Die Gleichungen und Linien stellen die lineare Anpassung des G/S-Verhältnisses über die 15-Tage-Experimente dar. In den Boxplots stellen weiße Quadrate Mittelwerte dar, die horizontalen Linien stellen Medianwerte dar, die Kästchen stellen das 25. bis 75. Perzentil dar, Whiskers stellen das 95 %-Konfidenzintervall dar und die grüne Raute stellt Ausreißer dar. Mit unterschiedlichen Buchstaben gekennzeichnete Balken unterscheiden sich deutlich (P < 0,05). Ini., anfänglicher δ2HLM-Wert des Schüttguts; Con., nicht inokulierte Kontrolle; PM, Pseudomonas mandelii; AF, Aspergillus fumigatus; PM + AF (P + A), Co-Kultur der beiden Mikroben.

Der anfängliche mittlere δ2HLM-Wert des Schüttguts vor den Abbauexperimenten betrug − 230,4 ± 1,5 mUr, was nahe am Wert (− 233,6 ± 9,4 mUr, n = 119) in den mehrjährigen Messungen unserer Forschungsgruppe an Jahrringholz liegt (Manuskript wird besprochen). Da diese Baumholzproben in den Qinling-Bergen gesammelt wurden, nur 30 km von der Stelle entfernt, an der wir in der vorliegenden Studie Gartenbiomasseproben gesammelt haben, deutet die Konsistenz der beiden Sätze von δ2HLM-Werten auf eine Übereinstimmung mit dem Pflanzenquellwasser (dh lokalem Niederschlag) hin. Obwohl die δ2HLM-Werte in den verschiedenen Kulturexperimenten nach etwa 5 Tagen des Abbaus schwankten, änderten sich die gemessenen δ2HLM-Werte während des gesamten Abbauzeitraums nicht signifikant (ANOVA, P <0, 05) (Ergänzungstabelle S5). Obwohl das in dieser Studie verwendete Versuchsmaterial eine Mischung aus Gartenbiomasse aus mehreren Quellen war, enthält Pflanzenstreu normalerweise etwa gleiche Anteile an Lignin und Pektin62. Die Pektinpolysaccharide, ein weiterer aromatischer Methoxydonor, sind in den Zellwänden von Pflanzenblättern reichlich vorhanden und werden zusammen mit Cellulose und Hemicellulose leicht hydrolysiert63. Laut Anhäuser et al.33 könnte die Verschiebung der δ2HLM-Werte zu Beginn des Abbaus auf den Beitrag von Pektin zurückzuführen sein, dessen Methoxygruppen nicht getrennt von Lignin analysiert wurden. Darüber hinaus ist S-Adenosylmethionin der übliche Methoxylgruppendonor für die G-Lignin- und S-Lignin-Biosynthese, der aromatische Ring wird jedoch über verschiedene O-Methyltransferasen an der 3-Position, der 5-Position oder beiden methyliert9. Das Vorhandensein dieser Schwankungen in den δ2HLM-Werten lässt daher darauf schließen, dass die Produktion von Methoxygruppen aus Ligninmonomeren und Pektin nicht vernachlässigbar ist33.

Bezeichnenderweise zeigte das Co-Kultur-Experiment die größte Abnahme des G/S-Verhältnisses und den größten Verlust an Methoxygruppen, zeigte jedoch nicht die stärkste δ2HLM-Anreicherung oder -Abreicherung, die ähnliche Schwankungen und ähnliche Mittelwerte aufwies (der Durchschnitt während des 15-tägigen Abbauzeitraums). zu den Werten in der Pilzimpfung. Im Gegensatz dazu war die beobachtete Abnahme der δ2HLM-Werte um 3,0 mUr im Bakterienexperiment offensichtlich. Zusätzlich zu der Tatsache, dass methoxyreiches Pektin leichter abgebaut werden kann, was wahrscheinlich zu einer positiveren Isotopensignatur führt, sollte eine Isotopenfraktionierung während der mikrobiellen enzymatischen Hydrolyse in Betracht gezogen werden64. Der biologische Abbau kann zu einer Anreicherung von Restsubstraten führen, da die leichteren Isotope von Mikroben leichter verwertet werden können65. Laut Fischer et al.66 war die Isotopenfraktionierung von Wasserstoff während der aeroben Hydroxylierung von Benzolringen während des biologischen Abbaus offensichtlich, und einige Isotopenanreicherungsfaktoren für einen bestimmten biologischen Abbauweg können durch eine Mischung aus Abbaumaterialien, Kultivierungsbedingungen und komplexen enzymatischen Reaktionen verursacht werden . Dieses Ergebnis stimmte mit der von uns beobachteten Demethylierung von Ligninaromaten überein, wobei die δ2HLM-Werte in den Experimenten mit Pilzimpfung stärker angereichert waren.

Obwohl sich die endgültigen (Tag 15) δ2HLM-Werte (die zwischen –227,5 und –230,4 mUr lagen) in den vier Experimenten nicht signifikant vom Anfangswert (–230,3 mUr) unterschieden (ANOVA, P <0,05), beobachteten wir eine leichte Anreicherung der Lignin-δ2HLM-Werte während des Abbaus (Abb. 5b, Tabelle 1 und Ergänzungstabelle S5). Allerdings wichen einige analytische Unsicherheiten41,67, wie etwa die Substrathomogenität, der verwendete Referenzstandard, das Injektionsvolumen, die Basisliniendrift, die natürliche Variation (d. h. eine hohe Standardabweichung) und die Skalenkompression, vom tatsächlichen Mittelwert ab. In dieser Studie waren einige Standardabweichungen (n = 3, mit einem Bereich von 0,9 bis 2,6 mUr) größer oder gleich 1,5 mUr, was deutlich größer ist als das, was für ideale Isotopenmessungen zu erwarten wäre22,25. Obwohl insgesamt der Pektinverlust aus der Laubstreu und die mikrobielle metabolische Isotopenfraktionierung für die beobachtete Fluktuation der δ2HLM-Werte während des Ligninabbaus verantwortlich sein könnten, scheint es, dass diese Prozesse nicht von der Abnahme des G/HLM-Werts abhingen. S-Verhältnis oder der Verlust von Methoxygruppen. Bevor wir jedoch Lignin-spezifische δ2HLM-Werte zur Bewertung der Abbaudynamik von lignozellulosehaltigen Materialien oder als Proxy für die Ligninablagerung aus Pflanzenstreu im Bodenhumus verwenden können, benötigen wir detailliertere Informationen über die Unterschiede in den δ2HLM-Werten zwischen G- und S- Lignin.

Unsere Analysen bestätigten unsere Hypothese, dass sich die Ligninmonomere und ihre δ2HLM-Werte unabhängig voneinander ändern und unterschiedliche relative Rollen von Bakterien und Pilzen beim biologischen Abbau aufzeigen würden. Die Lignin-Depolymerisierungsfähigkeit von Aspergillus fumigatus, allein oder in Co-Kultur, war stärker als die von Pseudomonas mandelii allein. G-Lignin wurde in allen Experimenten leichter abgebaut als S-Lignin. Die gemessenen δ2HLM-Werte der Lignin-Methoxygruppen in Abbaurückständen zeigten keine signifikante Abhängigkeit vom Ligninmonomergehalt, dem G/S-Verhältnis oder dem Verlust von Methoxygruppen. Dies deutete darauf hin, dass das δ2HLM-Signal beim biologischen Abbau von Lignozellulosematerial oder der Ligninmineralisierung als Biomarker für den Lignineintrag aus Pflanzenstreu in organischen Boden verwendet werden kann. Es ist jedoch nicht klar, ob die δ2HLM-Werte in Bezug auf die Anteile pflanzlicher Ligninmonomere variieren. Die Unterschiede in den δ2HLM-Werten zwischen G- und S-Lignin sollten weiter untersucht werden, indem die beiden Monomere getrennt oder ihre Isotopenwerte separat bestimmt werden, um so zusätzliche Einblicke in den biologischen Abbau von Lignin zu erhalten.

Die während der aktuellen Studie verwendeten und/oder analysierten Datensätze sind auf begründete Anfrage beim jeweiligen Autor erhältlich.

Aluminium Oxid

Aspergillus fumigatus-Stamm

Coenzym A

Koloniebildende Einheit

Jodmethan

Ungeimpftes Kontrollexperiment

Stabiles Wasserstoffisotopenverhältnis in Lignin-Methoxygruppen

Stabiles Wasserstoffisotopenverhältnis im Niederschlag

Abbau des Gewichtsverlusts

Guaiacylmonolignol

Gaschromatograph

Jodwasserstoffsäure

p-Hydroxyphenylmonolignol

Isotopenverhältnis-Massenspektrometer

Massenspektrometer

Nettodegradationsverlust

Nettoabbauverlustrate

Methoxygruppe

Pseudomonas mandelii-Stamm

Die Kokultur von Pseudomonas mandelii und Aspergillus fumigatus

Polytetrafluorethylen

Syringylmonolignol

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Wir danken Professor Xiaohong Liu (Shaanxi Normal University) für die technische Unterstützung bei den δ2HLM-Messungen. Wir sind auch Professor Frank Keppler und seinen Forschungsmitarbeitern von der Universität Heidelberg für konstruktive Ratschläge und Hilfe bei der Messung der stabilen Isotopenverhältnisse in Lignin-Methoxygruppen sehr dankbar. Diese Forschung wurde vom Naturwissenschaftlichen Grundlagenforschungsprogramm der Provinz Shaanxi (Zuschüsse 2021JQ-968, 2020JM-708, 2020JQ-971) und dem Lokalen Wissenschafts- und Technologieprogramm der Provinz Shaanxi (Zuschüsse 2021ZDYF-GY-0020, 20193058YF046NS046) unterstützt.

Schlüssellabor für Bodenressourcen und biotechnologische Anwendungen, Shaanxi-Akademie der Wissenschaften, Shaanxi-Ingenieurforschungszentrum für die Erhaltung und Nutzung botanischer Ressourcen, Xi'an-Botanischer Garten der Provinz Shaanxi (Institut für Botanik der Provinz Shaanxi), Nr. 17, Cuihua South Road , Xi'an, 710061, China

Qiangqiang Lu, Guanghua Jing, Liyan He, Ning Zhao, Zhikun Chen, Zhao Zhang und Xinwei Shi

Fakultät für Geographie und Tourismus, Shaanxi Normal University, Xi'an, 710119, China

Qiangqiang Lu & Yabo Wang

Hochschule für Forstwirtschaft, Northwest A&F University, Yangling, 712100, China

Lili Jia

Hochschule für natürliche Ressourcen und Umwelt, Northwest A&F University, Yangling, 712100, China

Mukesh Kumar Awasthi

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Alle Autoren haben zur Konzeption und Gestaltung der Studie beigetragen. Methodik, Untersuchung, Visualisierung und Visualisierung wurden von QL, GJ, YW, LH, NZ und ZZ durchgeführt. Der erste Entwurf des Manuskripts wurde von QL verfasst und von LJ und MKA überprüft und bearbeitet. Die Projektverwaltung und die Finanzierungsbeschaffung wurden von durchgeführt XS und ZC Alle Autoren haben das endgültige Manuskript überprüft und genehmigt.

Korrespondenz mit Xinwei Shi.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Lu, Q., Jia, L., Awasthi, MK et al. Variationen im Ligninmonomergehalt und stabilen Wasserstoffisotopenverhältnissen in Methoxygruppen während des biologischen Abbaus von Gartenbiomasse. Sci Rep 12, 8734 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-12689-1

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Eingegangen: 18. Februar 2022

Angenommen: 05. Mai 2022

Veröffentlicht: 24. Mai 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-12689-1

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Variationen im Ligninmonomergehalt und stabilen Wasserstoffisotopenverhältnissen in Methoxygruppen während des biologischen Abbaus von Gartenbiomasse